Naukowcy z Laboratorium Struktury Białka Międzynarodowego Instytutu Biologii Molekularnej i Komórkowej w Warszawie wyjaśnili mechanizm działania kluczowego kompleksu białkowego w bakteryjnej rekombinacji homologicznej. 

Rekombinacja homologiczna jest jedną z podstawowych ścieżek naprawy uszkodzonej informacji genetycznej. Proces ten polega ona na wytworzeniu jednoniciowej cząsteczki DNA w miejscu uszkodzenia. Następnie, fragment ten jest wykorzystany do poszukiwania matrycy w oparciu o homologię. W przypadku  bakterii w jedną ze ścieżek naprawy DNA opartych na rekombinacji homologicznej zaangażowane są białka RecF, RecO i RecR. Białka te wiążą się  na styku jednoniciowego (ss) i dwuniciowego (ds) DNA, a następnie ułatwiają wymianę białka SSB (pokrywa ono początkowo ssDNA) na białko RecA, które promuje poszukiwanie sekwencji homologicznej. Dotychczas molekularny mechanizm działania białek RecFOR w tym szlaku był w dużej mierze nieznany. Aby wyjaśnić mechanizm współpracy tych białek w rozpoznawaniu połączeń ss-dsDNA, Shivlee Nirwal i współpracownicy z Laboratorium Struktury Białka, pod kierownictwem prof. Marcina Nowotnego, zbadali struktury kompleksów RecF-DNA i RecFOR-DNA oraz ich subkompleksów. Użyli do tego najnowocześniejszych technik kriomikroskopii elektronowej, korzystając z mikroskopów w Narodowym Centrum Promieniowania Synchrotronowego SOLARIS. 

Struktury subkompleksów RecF-DNA i RecFR-DNA pokazują, jak dimer białka RecF wykorzystuje helikalne wypustki do wiązania dwuniciowej cząsteczki DNA. Struktura subkompleksu RecFR-DNA pokazuje ponadto sposób, w jaki jedna cząsteczka białka RecF oddziałuje z dwoma różnymi regionami pierścienia zbudowanego z czterech kopii białka RecR, co stabilizuje ten pierścień na cząsteczce DNA. Rekonstrukcje o niższej rozdzielczości subkompleksu RecR-RecO oraz całego układu RecFOR-DNA wyjaśniają, w jaki sposób białko RecO jest pozycjonowane, aby oddziaływać z ssDNA i białkiem SSB, co blokuje kompleks na styku ssDNA-dsDNA. Powyższe modele zostały zweryfikowane poprzez szereg eksperymentów biochemicznych i biofizycznych. Podsumowując, uzyskane wyniki integrują i wyjaśniają opublikowane dane biochemiczne dostępnych dla systemu RecFOR i budują podstawę do pełnego zrozumienia mechanizmu ścieżki rekombinacji homologicznej RecFOR. 

Link do publikacji: https://www.nature.com/articles/s41594-023-00967-z

Fig: Rekonstrukcje kompleksu RecFOR-DNA oraz subkompleksów RecFR-DNA i RecOR-DNA wykonane przy użyciu kriomikroskopii elektronowej.

Dwumiesięczny staż w jednym z doskonale wyposażonych 14 laboratoriów MIBMiK, pod okiem wybitnych naukowców i ekspertów w swoich dziedzinach – taką ofertę programu stażowego uruchamia Międzynarodowy Instytut Biologii Molekularnej i Komórkowej w Warszawie.

Oferta jest skierowana do utalentowanych studentów nauk przyrodniczych, interesujących się obszarem biologii i biotechnologii. Podczas stażu wybrani studenci będą mieli możliwość uczestniczenia w projektach badawczych w laboratoriach MIBMiK pod kierownictwem znakomitych naukowców. Będzie to również doskonała okazja do pracy w międzynarodowych zespołach nad zagadnieniami związanymi z rozwojem współczesnej nauki, a także możliwość doskonalenia dotychczasowych umiejętności naukowych i analitycznych.

Dla najlepszych kandydatów Instytut oferuje miesięczny staż w pełnym wymiarze godzin z wynagrodzeniem w wysokości 2500 zł netto/mc. Jednostka zapewnia wstępne szkolenia naukowe i wsparcie ze strony doświadczonych naukowców i doktorantów oraz pełne wsparcie organizacyjne i administracyjne w przyjaznym i międzynarodowym środowisku pracy.

Studentów zainteresowanych ofertą zachęcamy do zapoznania się z tematyką badawczą poszczególnych laboratoriów i przesłania swojego zgłoszenia (CV i formularz rejestracyjny) na adres Ten adres pocztowy jest chroniony przed spamowaniem. Aby go zobaczyć, konieczne jest włączenie w przeglądarce obsługi JavaScript.

Zgłoszenia do programu stażowego przyjmowane są w trybie ciągłym. Do przesyłania aplikacji zapraszamy studentów  studiów licencjackich lub magisterskich oraz osoby, które niedawno uzyskały tytuł zawodowy. Liczba miejsc jest ograniczona.

Z radością informujemy, że z początkiem kwietnia br. swoją działalność w Międzynarodowym Instytucie Biologii Molekularnej i Komórkowej w Warszawie rozpoczęły dwa nowe Laboratoria: Laboratorium Biofizyki Pojedynczych Cząsteczek, kierowane przez dr Ewelinę Małecką-Grajek oraz Laboratorium Genomiki Komórkowej, kierowane przez dr Aleksandrę Kołodziejczyk.

Badania realizowane w Laboratorium Biofizyki Pojedynczych Cząsteczek skupiają się na zrozumieniu najważniejszych procesów zachodzących w środowisku bakterii, w szczególności zależności i koordynacji w procesie celowania w RNA, degradacji i translacji u bakterii. Choć większość gatunków bakterii jest nieszkodliwa i często przynosi korzyści, w organizmach żywych występują również takie, które mogą wywoływać choroby zakaźne. W Laboratorium realizowane są również badania z wykorzystaniem metody mikroskopii TIRF z pojedynczą cząsteczką. Metoda ta pozwala na wizualizację setek biomolekuł unieruchomionych na szkiełku mikroskopowym, przez co każda cząsteczka może być analizowana oddzielnie.

Przedmiotem badań w Laboratorium Genomiki Komórkowej są mechanizmy molekularne leżące u podstaw przewlekłych procesów zapalnych towarzyszących włóknieniu narządów, zespołowi metabolicznemu i chorobom autoimmunologicznym. W Laboratorium badane są zależności między wątrobą a jelitem, ze szczególnym uwzględnieniem roli rezydującej tam mikrobioty. Identyfikowane są również zmiany w składzie bakterii i w fizjologii jelita wpływające na komórki wątroby. Prowadzone w Laboratorium badania mogą przybliżyć naukowców do uzyskania odpowiedzi na pytanie w jaki sposób zdrowie wątroby przyczynia się do homeostazy w jelicie.

Znamy już wyniki konkursu Best Papers Awards 2022! Nagrodzone zostały najlepsze prace naukowe afiliowane w MIBMiK, opublikowane w minionym roku. Do konkursu można było zgłosić każdą pracę eksperymentalną o charakterze naukowym, bez ograniczeń tematycznych. Najlepsze publikacje zostały wybrane przez Jury złożone z Liderów wszystkich Laboratoriów w MIBMiK. Głównym kryterium oceny były treść i znaczenie publikacji, a nie dane bibliometryczne. Liderzy nie mogli głosować na prace z własnego laboratorium. W 2022 roku nagrodzono następujące prace:

• 1 MIEJSCE

Kaczmarska Z*, Czarnocki-Cieciura M*, Górecka-Minakowska KM*, Wingo RJ, Jackiewicz J, Zajko W, Poznański JT, Rawski M, Grant T, Peters JE^#, Nowotny M^#. Structural basis of transposon end recognition explains central features of Tn7 transposition systems. Mol Cell, 2022; 82(14):2618-32.e7. doi: 10.1016/j.molcel.2022.05.005

*autorzy z równym wkładem; #autorzy korespondencyjni; pogrubioną czcionką zaznaczono nazwiska autorów z MIBMiK

Transpozony, zwane również „skaczącymi genami”, są fragmentami DNA, które mogą przemieszczać się w obrębie genomów lub pomiędzy nimi w procesie zwanym transpozycją. U bakterii transpozony uczestniczą w przekazywaniu między komórkami genów oporności na antybiotyki i genów wirulencji. Bakteryjny transpozon Tn7 należy do najlepiej zbadanych i najbardziej rozpowszechnionych transpozonów DNA. Przenoszenie Tn7 zachodzi przy udziale pięciu białek kodowanych przez ten element. Tn7 wykorzystuje mechanizm typu "wytnij-wklej", katalizowany przez heteromeryczną transpozazę TnsA-TnsB, która jest rekrutowana do docelowego DNA przez białko TnsC, będące ATPazą typu AAA+. TnsC oddziałuje z jednym z dwóch białek, które kierują transpozon do jego docelowej lokalizacji: TnsD lub TnsE. TnsD kieruje element do zachowanej w ewolucji sekwencji w chromosomie zwanej attTn7, natomiast TnsE umożliwia transpozycję do plazmidów koniugacyjnych. Traspozony związane z CRISPR (ang. CRISPR-associated transposon elements), które wykorzystują systemy CRISPR-Cas do transpozycji DNA kierowanej przez RNA, są spokrewnione z Tn7 i kodują transpozazy podobne do TnsB. Mogą one posłużyć do stworzenia nowych narzędzi do precyzyjnej edycji genów.

Naukowcy z Laboratorium Struktury Białka, kierowanego przez Marcina Nowotnego, we współpracy z grupą Joe Petersa z Cornell University, opisali strukturę i mechanizm działania prototypowej transpozazy TnsB z Tn7 E. coli. Badacze wykorzystali mikroskopię elektronową w reżimie kriogenicznym (cryo-EM) do określenia struktury białka TnsB w kompleksie z dwuniciowym DNA odpowiadającym prawemu końcowi transpozonu o rozdzielczości 2,7 Å. Struktura pokazuje, że kilka łańcuchów białka TnsB, które przyjmuje architekturę domen połączonych elastycznymi łącznikami, oddziałuje z powtarzającymi się miejscami wiązania TnsB w DNA. W wyniku tej interakcji domeny wiążące DNA i domeny katalityczne TnsB układają się naprzemiennie w spleciony sposób. TnsB tworzy niewiele sekwencyjnie specyficznych kontaktów z DNA, co prowadzi do preferencji sekwencyjnej, a nie do ścisłej specyficzności. Szereg cząsteczek TnsB, które wiążą się z wieloma słabo zachowanymi w ewolucji miejscami, które są położone w odpowiednich odstępach, zmienia tę preferencję w specyficzne rozpoznanie końca transpozonu. Naukowcy zaproponowali również model kompleksu białka TnsB z DNA po wycięciu transpozonu i wstawieniu go w nowe miejsce, co pozwala zrozumieć końcowe etapy reakcji prowadzonej przez Tn7 TnsB. Wyniki te pomagają wyjaśnić, w jaki sposób subtelne różnice w odstępach między miejscami wiązania są wykorzystywane do specyficznego rozpoznawania końca transpozonu. Opisane badania wyjaśniają najważniejsze cechy transpozonów Tn7.

• 2 MIEJSCE

Das A, Thapa P, Santiago U, Shanmugam N, Banasiak K, Dąbrowska K, Nolte H, Szulc NA, Gathungu RM, Cysewski D, Krüger M, Dadlez M, Nowotny M, Camacho CJ, Hoppe T, Pokrzywa W^#. A heterotypic assembly mechanism regulates CHIP E3 ligase activity. EMBO J, 2022; 41(15):e109566, doi: 10.15252/embj.2021109566

#autor korespondencyjny; pogrubioną czcionką zaznaczono nazwiska autorów z MIBMiK

Los białek eukariotycznych nadzorowany jest przez sieć białek opiekuńczych (chaperonów) i system ubikwityna-proteasom (UPS). Białko CHIP jest ważną dla kontroli jakości ligazą ubikwityny E3, która łączy system chaperonów z UPS w celu degradacji uszkodzonych białek. Pośredniczy ona również w ubikwitylacji niezależnej od chaperonów i może oddziaływać z innymi ligazami E3. Jednak regulacja działania CHIP i selektywności substratów w odpowiedzi na wiązanie do niego chaperonów i E3 pozostawała niejasna. Naukowcy z Laboratorium Metabolizmu Białek kierowanego przez Wojciecha Pokrzywę przeprowadzili strukturalno-funkcjonalną analizę kompleksu utworzonego przez CHIP i UFD-2, będącą również ligazą ubikwityny E3, kierując się ideą, że stworzą one wydajny system ubikwitylacji stanowiący alternatywę dla osi CHIP/chaperon. Uzyskane dane wykazały, że wiązanie UFD-2 promuje strukturalne wzmocnienie funkcji CHIP. Badacze wykazali również, że białko szoku cieplnego Hsp70 konkuruje z UFD-2 o wiązanie CHIP i negatywnie reguluje aktywność kompleksu poprzez stabilizację CHIP w nieaktywnym stanie. Wykorzystując nicienia Caenorhabditis elegans, naukowcy odkryli, że interakcja z UFD-2 umożliwia CHIP regulację S-adenozylohomocysteinazy, enzymu kluczowego dla metylacji w komórkach. Wyniki uzyskane przez grupę Wojciecha Pokrzywy otwierają nowe horyzonty w badaniach nad współpracą ligaz ubikwityny w uzyskiwaniu wysokiej aktywności i selektywności substratowej. Ponadto, ujawniony mechanizm przełączania procesywności CHIP ma potencjalne zastosowanie w technologii ukierunkowanej degradacji białek.

• 3 MIEJSCE

Niescierowicz K*, Pryszcz L*, Navarrete C*, Tralle E*, Sulej A*, Abu Nahia K, Kasprzyk ME, Misztal K, Pateria A, Pakuła A, Bochtler M^#, Winata C^#. Adar-mediated A-to-I editing is required for embryonic patterning and innate immune response regulation in zebrafish. Nat Commun, 2022; 13(1):5520, doi: 10.1038/s41467-022-33260-6   

*autorzy z równym wkładem; #autorzy korespondencyjni; pogrubioną czcionką zaznaczono nazwiska autorów z MIBMiK

Konwersja adenozyny do inozyny (A-do-I) jest niezbędna do regulacji wrodzonego układu odpornościowego u ludzi i innych ssaków oraz jest związana z chorobami człowieka, w tym z chorobami autoimmunologicznymi. Enzym deaminaza adenozyny działająca na RNA (Adar) katalizuje edycję polegającą na deaminacji adenozyny (A) w pozycji C6 i przekształcenie jej w inozynę (I). Naukowcy z Laboratorium Genomiki Rozwoju Danio Pręgowanego i Laboratorium Biologii Strukturalnej, kierowani odpowiednio przez Cecilię Winatę i Matthiasa Bochtlera, badali rolę białka Adar u ryby danio, gdzie ulega ono wysokiej ekspresji w najwcześniejszych etapach embriogenezy. Śledzenie edycji RNA w całym genomie ryby poprzez połączone analizy genomu rodzicielskiego i transkryptomu embrionalnego ujawniła powszechną edycję A-do-I w matczynych i najwcześniejszych zygotycznych transkryptach, z których większość wystąpiła w rejonie 3' niepodlegającym translacji. Transkrypty, o których wiadomo, że odgrywają rolę w gastrulacji i kształtowaniu zarodka, zawierały wiele miejsc edycji, co sugeruje, że Adar może wywierać swoją funkcję za ich pośrednictwem. Eksperymentując z utratą i wzmocnieniem funkcji tego białka, badacze wykazali, że matczyny Adar z nienaruszoną domeną deaminazy jest konieczny do prawidłowego kształtowania się zarodka wzdłuż osi pionowej i strzałkowej. Analiza zygotycznych mutantów ujawniła odrębną funkcję białka Adar pochodzącego z zygoty w regulacji wrodzonej odpowiedzi immunologicznej, która to rola jest zachowana u ssaków. Podsumowując, badania wykazały udział edycji A-do-I przez Adar w kształtowaniu się zarodka i pokazały ewolucyjnie konserwowane znaczenie tego białka u ryb i ssaków.

Prof. Andrzej Dziembowski z Międzynarodowego Instytutu Biologii Molekularnej i Komórkowej w Warszawie otrzymał ERC Advanced Grant. Po raz pierwszy grant taki otrzymuje naukowiec pracujący w Polsce w dziedzinie nauk o życiu. To prestiżowe wyróżnienie przyznawane jest przez Europejską Radę ds. Badań Naukowych, aby umożliwić prowadzenie przełomowych badań przez wybitnych naukowców. Celem projektu prof. Dziembowskiego jest poznanie mechanizmów procesowania mRNAw komórkach i w całym organizmie, co umożliwi opracowywanie nowej generacji terapii opartych na mRNA. Projekt o akronimie ViveRNA realizowany będzie przez 5 lat, a jego budżet wynosi blisko 2,5 mln euro.

Szczepionki mRNA stały się przełomem w walce z pandemią COVID-19, torując drogę terapiom opartym na mRNA i umożliwiając ich szersze zastosowanie w medycynie. Jednak procesy metabolizmu mRNA na poziomie organizmu nadal nie są w pełni poznane, co ogranicza możliwości udoskonalania szczepionek i terapii opartych na RNA. Z tego właśnie powodu, prof. Andrzej Dziembowski i jego zespół będą szczegółowo badać możliwości zwiększenia stabilności mRNA, co powinno pozwolić na optymalizację zastosowań mRNA     w terapiach medycznych. 

- Na stabilność cząsteczek mRNA wpływa długość ogona poli(A), co z kolei przekłada się na sposób i skuteczność działania terapii. Wstępne dane zebrane przez mój zespół wykazały, że zmienność w sposobie przetwarzania ogonów poli(A) w różnych komórkach jest znacznie większa niż wcześniej sądzono – wyjaśnia prof. Andrzej Dziembowski.  – Jednym z celów projektu ViveRNA jest zwiększenie dokładności metody stosowanej do określania właściwości mRNA, w tym długości ogonów poli(A). W naszych pracach wykorzystamy m. in. hodowle komórek pierwotnych i metody z zakresu biologii syntetycznej. Wierzę, że te badania ułatwią projektowanie terapii mRNA następnej generacji – dodaje prof. Andrzej Dziembowski.

Prestiżowe granty ERC wspierają przełomowe badania realizowane w wielu dziedzinach, od fizyki i medycyny po nauki społeczne i humanistyczne. Projekty ERC przyznawane są zgodnie z zasadą „wysokie ryzyko – wysoki zysk” (High risk – high gain), a jedynym kryterium oceny pomysłów jest ich doskonałość naukowa. W tym roku Europejska Rada ds. Badań Naukowych, spośród zgłoszonych 1650 wniosków, przyznała 218 projektów w kategorii Advanced Grants o łącznej wartości 544 mln euro. Przyjmuje się, że oprócz wzmocnienia jakości badań prowadzonych w całej Europie - przyznane dotacje przyczynią się do stworzenia nowych miejsc pracy dla stypendystów podoktorskich, doktorantów i innych pracowników instytucji, w której realizowany będzie nagrodzony projekt.

- Uzyskanie ERC Advanced Grant to wielki sukces na drodze kariery każdego naukowca. Serdecznie gratuluję naszemu laureatowi oraz jego zespołowi badawczemu. Mocno wierzę
w sukces planowanych prac, zwłaszcza że badania dotyczące biologii RNA to obecnie jeden
z najbardziej obiecujących i aktywnie rozwijanych kierunków w naukach biologicznych,
o wielkim potencjale aplikacyjnym w medycynie. Cieszę się również dlatego, że jest to już kolejny grant ERC przyznany dla projektu realizowanego w naszym Instytucie, choć poprzednie (ERC Starting Grants) były kierowane przez naukowców na wcześniejszych etapach kariery. To budujące, że eksperci powoływani przez ERC z międzynarodowego środowiska naukowego doceniają znaczenie i wartość badań, które są realizowane w naszym Instytucie – mówi prof. Marta Miączyńska, Dyrektor Międzynarodowego Instytutu Biologii Molekularnej i Komórkowej w Warszawie.

Europejska Rada ds. Badań Naukowych (ERC) została utworzona w 2007 roku przez Komisję Europejską. Jest niezależną agendą Unii Europejskiej finansującą najwyższej jakości badania prowadzone na terenie UE.

Prof. Andrzej Dziembowski jest kierownikiem Laboratorium Biologii RNA - Grupa ERA Chairs w Międzynarodowym Instytucie Biologii Molekularnej i Komórkowej w Warszawie. Współpracuje również z Uniwersytetem Warszawskim.

Tytuł wyróżnionego projektu : Principles of endogenous and therapeutic mRNA turnover in vivo (ViveRNA).

Główni boheterowie to enzymy systemu ubikwityna-proteasom. Miejsce akcji: organizm ludzki. Cel: wcielenie się w białko UPS - ligazę E3 i wyłapanie na czas substratów celem ich ubikwitynacji. Brzmi tajemniczo? Z prawdziwą przyjemnością informujemy, że rozpoczęły się przygotowania do realizacji nowego przedsięwzięcia edukacyjnego MIBMiK dla młodzieży szkolnej, finansowanego w ramach grantu Ministerstwa Edukacji i Nauki. Grant realizowany jest pod kierownictwem dra hab. Wojciecha Pokrzywy, Kierownika Laboratorium Metabolizmu Białek, koordynatorem projektu edukacyjnego jest Natalia Szulc, doktorantka i stypendystka Fulbright Junior Research Award.

Celem projektu jest stworzenie edukacyjnej gry komputerowej, która w przystępny sposób wytłumaczy mechanizm działania nowoczesnych leków przeciwnowotworowych typu PROTAC. Bohaterami gry będą enzymy systemu ubikwityna-proteasom (UPS) oraz ich substraty. Celem gracza będzie wcielenie się w białko UPS - ligazę E3 i wyłapanie na czas swoich substratów celem ich ubikwitynacji i skierowania do degradacji zależnej od proteasomu 26S. Przykładowo, dzięki power-up'owi – lekowi typu PROTAC – ligaza E3 będzie mogła ubikwitynować białka, które do tej pory nie były jej substratami – np. onkoproteiny.

Każdy etap działania podejmowanego przez gracza, poprzedzony będzie krótką instrukcją, a następnie po zakończeniu każdego z etapów działania – wyświetlony zostanie opis biologicznego mechanizmu, który nastąpił w rezultacie podjętych działań.  Gra będzie miała część encyklopedyczną, zawierającą szczegółowe informacje nt. każdego poruszonego w niej zagadnienia oraz bohatera. Po ukończeniu gry, gracz będzie miał możliwość sprawdzenia swojej wiedzy w quizie. Gra będzie dostępna po polsku i angielsku, a jej odbiorcami będą uczniowie szkół ponadpodstawowych w Polsce. Założeniem gry jest przybliżenie mechanizmów działania nowoczesnych leków przeciwnowotworowych oraz utrwalanie zaufania do medycyny i nauki. Gra ma powstać do końca lipca 2024 roku.

Padaczka jest jednym z najczęstszych zaburzeń neurologicznych, dotykającym ludzi na całym świecie. Wg szacunków WHO choruje na nią ok. 60 mln ludzi. W Polsce choroba ta dotyka ok. 1% całej populacji. Pomimo znacznego postępu w badaniach nad padaczką w ciągu ostatnich kilkudziesięciu lat, nadal jest ona chorobą, która często pozostaje niezdiagnozowana lub niewłaściwie leczona. Dzieje się tak dlatego, że nawet w przypadku chorób o znanym podłożu, wiele pytań pozostaje nadal bez odpowiedzi, bowiem trudno jest uchwycić wszystkie aspekty pozwalające na opracowanie skutecznej terapii. W badaniach nad tym schorzeniem wielki wkład ma zastosowanie modeli zwierzęcych, takich jak Danio pręgowany.

Miło nam poinformować, że Justyna Zmorzyńska z Pracowni Neurologii Molekularnej i Komórkowej MIBMiK została zaproszona do wspólnego projektu stworzenia zasobu edukacyjnego Handbook of animal models in neurological disorder, pod redakcją Colina R. Martina, Vinooda B. Patela i Victora R. Preedy (Elsevier, 2023). Olga Doszyń, Tomasz Dulski i Justyna Zmorzyńska przygotowali rozdział zatytułowany „The zebrafish model of Tuberous sclerosis complex to study epilepsy” (“Model stwardnienia guzowatego w Danio pręgowanym do badań padaczki”), w którym opisują specyficzne metodologie i koncepcje badania padaczki u larw danio pręgowanego w sposób wysokoprzepustowy i klinicznie istotny. W tym rozdziale autorzy podają szczegółowe informacje na temat hodowli i genotypowania modelu zwierzęcego, sposobu odpowiedniego pomiaru aktywności mózgu i zachowań podobnych do napadów padaczkowych, sposobu analizowania epileptogenezy oraz technologii, które należy zastosować do badania patomechanizmów molekularnych leżących u podstaw padaczki.

Publikacja dostępna poprzez serwis Research Gate.

O Doszyn, T Dulski, J Zmorzynska. "The zebrafish model of Tuberous Sclerosis Complex to study epilepsy" in the Handbook of Animal Models in Neurological Disease edited by Colin Martin, Vinood B Patel and Victor R Preedy, Elsevier, 2023.

Dr Aleksandra Kołodziejczyk, kierowniczka Laboratorium Genomiki Komórkowej w Międzynarodowym Instytucie Biologii Molekularnej i Komórkowej w Warszawie, została laureatką programu Polskie Powroty Narodowej Agencji Wymiany Akademickiej (NAWA). Otrzymany grant dr Kołodziejczyk przeznaczy na utworzenie i organizację nowej grup badawczej, oraz, dzięki komponentowi badawczemu z NCN, na rozpoczęcie prac badawczych w MIBMiK. Gratulujemy!

O projekcie
Mikroorganizmy w jelitach, zwane mikrobiomem, wpływają na fizjologię poprzez wytwarzane przez nie metabolity. Wątroba jest pierwszym narządem, do którego docierają składniki odżywcze i inne cząsteczki z jelita, co czyni ją szczególnie narażoną na metabolity produkowane przez mikrobiom. Równowaga między mikrobiomem, a funkcjami jelit i wątroby ma kluczowe znaczenie dla zdrowia przewodu pokarmowego. Celem dr Kołodziejczyk w tym projekcie jest opisanie roli jelit w kontekście marskości wątroby i odkrycie mechanizmów leżących u jej podstaw.

O programie NAWA Polskie Powroty
Polskie Powroty to program umożliwiający wyróżniającym się polskim naukowcom powrót do kraju i podjęcie przez nich zatrudnienia w polskich uczelniach, instytutach naukowych lub instytutach badawczych.

W dniach 28 lutego i 1 marca 2023 roku w Międzynarodowym Instytucie Biologii Molekularnej i Komórkowej w Warszawie odbyło się szkolenie z zakresu etyki i rzetelności w badaniach naukowych. Szkolenie prowadziła Prof. Ana Borovečki, dyrektor Katedry Medycyny Społecznej i Organizacji Opieki Zdrowotnej w Szkole Zdrowia Publicznego na Uniwersytecie w Zagrzebiu (Chorwacja).

W dniu 28 lutego 2023 r. roku nasi naukowcy wzięli udział w sesji wykładowej dotyczącej etycznych aspektów w badaniach naukowych. Sesja obejmowała między innymi następujące tematy:

• rodzaje uchybień w badaniach naukowych,
• rzetelność prac badawczych,
• wymagania dotyczące autorstwa,
• dobre praktyki dla doktorantów i ich opiekunów.

Sesja była bardzo inspirująca i zainteresowała zarówno młodych, jak i bardziej doświadczonych badaczy. W szczególności, uczestnicy z dużym zaangażowaniem podeszli do interaktywnego instruktażu on-line.

W dniu 1 marca 2023 r. doktoranci z MIBMiK uczestniczyli w dwóch warsztatach poświęconych rzetelności badań. Prof. Borovečki omówiła i podała przykłady europejskich wytycznych dotyczących etyki w badaniach biomedycznych. Interesujące było porównanie, jak różni się podejście do kwestii etycznych w różnych częściach świata. W czasie warsztatów studenci mieli okazję do omówienia kwestii etycznych związanych z ich własnymi projektami. 

Szkolenie było wspierane przez projekt MOSaIC, który otrzymał dofinansowanie z programu Unii Europejskiej Horyzont 2020 w zakresie badań i innowacji na podstawie umowy nr 810425.

{gallery}research-ethics{/gallery}

Z radością informujemy, że dr Ewelina Małecka-Grajek, Kierownik Laboratorium Biofizyki Pojedynczych Cząsteczek otrzymała finansowanie na projekt badawczy ramach konkursu SONATA BIS 12! Tytuł tego projektu brzmi: „Dynamika kompleksów degradujących RNA u bakterii” a jego finansowanie opiewa na kwotę pond 3 mln zł! Serdecznie gratulujemy! Poniżej prezentujemy opis zwycięskiego projektu.

Wszystkie procesy biologiczne zaczynając od bakterii walczących z wirusami po rozwój serca u człowieka są kontrolowane przez zmiany w ekspresji materiału genetycznego i dynamicznych oddziaływań między cząsteczkami białek i RNA. Wiemy już dużo na temat tego jak te białka wyglądają strukturalnie, jakie elementy RNA rozpoznają oraz jaki wpływa na komórkę mają takie oddziaływania lub ich brak. W ostatnich latach coraz więcej nacisku kładzie się na poznawanie mechanizmów molekularnych rządzących procesami biologicznymi. Dzięki takim badaniom możemy zrozumieć, jak mechanizmy ewoluują, ale również możemy lepiej nimi manipulować np. w rozwoju szczepionek.

Celem tego projektu jest badanie mechanizmów molekularnych rządzących komunikacją między poszczególnymi procesami takimi jak wyciszaniem RNA, degradacją RNA i translacją u bakterii. Po-transkrypcyjna regulacja genów odpowiada za reakcję bakterii na stres np. przestawienie metabolizmu na dostępne składniki odżywcze czy dostosowanie się do warunków gospodarza w przypadku patogennych szczepów. Ta regulacja jest umożliwiana przez małe RNA (sRNA) oddziałujące z informacyjnym RNA (mRNA) na zasadzie komplementarności. W parowaniu między sRNA i mRNA uczestniczy białko opiekuńcze Hfq. Związanie mRNA przez sRNA często prowadzi do degradacji obu cząsteczek, a więc obniża ekspresję docelowego mRNA. Z kolei za degradację większości RNA bakteryjnych, także tych sparowanych przez Hfq, odpowiada kompleks białkowy zwany degradosomem zawierający enzym katalizujący cięcie RNA: rybonuklazę E (RNazę E). Co ciekawe, sRNA występują w komórkach w kompleksach z Hfq, ale również Hfq i degradosomem. Nie wiadomo jakie różnice funkcjonalne dzielą te kompleksy. W skład degradosomu często wchodzi też helikaza RhlB rozplatająca ustrukturyzowane RNA, więc stawiamy hipotezę, że obecność degradosomu umożliwia dostęp sRNA do wcześniej niedostępnych miejsc w docelowych mRNA. Ponadto nie wiadomo czy utworzenie stabilnego kompleksu degradującego mRNA zależy od kolejności dołączania poszczególnych komponentów. Wcześniejsze badania wykazały, że większość, lecz nie wszystkie sRNA jest degradowana łącznie z docelowym mRNA, co doprowadziłoby również do wyciszenia regulatora. Nie jest jednak wiadomo jakie czynniki decydują o degradacji sRNA lub czy Hfq jest obecne w tym procesie. Jeśli tak, jest możliwe, że krótkie fragmenty pozostałe po degradacji RNA pozostają związane do Hfq wpływając na dalsze losy docelowych mRNA. Planujemy odtworzyć katalitycznie aktywny degradosom posiadający również zdolność do oddziaływania z białkami. Z wykorzystaniem fluorescencyjnie znakowanych komponentów, będziemy w stanie śledzić składanie kompleksów równolegle z katalizą RNA.

Dodatkowym skomplikowaniem w koordynacji tych procesów jest to, że RNA podlega ciągłej translacji. Wiadomo, że sRNA często celują w obszar wiązania rybosomu na mRNA, jednak nie jest jasne, czy dochodzi do bezpośredniej konkurencji między rybosomem a kompleksem sRNA-Hfq. Ponadto, degradosomy przeprowadzające cięcie w regionach kodujących mRNA muszą bezpośrednio koordynować pracę z rybosomami. Chcemy zwizualizować jak dynamiczne są te procesy. Badania przeprowadzone w ramach tego projektu dadzą wgląd w komunikację między kluczowymi procesami komórkowymi zaangażowanymi w ekspresję informacji genetycznej. Poznamy dynamikę tych mechanizmów w skali milisekund, a więc w realnej rozdzielczości czasowej w jakiej procesy te zachodzą w komórce. Poprzez monitorowanie pojedynczych cząsteczek otrzymamy także wgląd w heterogenność tych procesów. Te wszystkie informacje będą cenne w zaprojektowaniu sztucznych regulatorów ekspresji genów i symulowaniu ich efektów.